Bilder aus der Wissenschaft

STED-Fluoreszenzmikroskopie-Aufnahme von Mitochondrien in einer Zelle. Eine Kernkomponente des mitochondrialen Kontaktstellen- und Cristae-Organisationssystems (MICOS) ist blau angefärbt. 
 

Eine Rinder-Eizelle kurz nach der Befruchtung: Das väterliche und mütterliche Erbgut liegt zunächst noch getrennt in zwei Vorkernen. Bevor es sich vereinigt, sammeln sich die Chromosomen (in magenta) an der Kontaktfläche der beiden Vorkerne. Blau gefärbt ist ein Teil des Zellskeletts. Hochauflösende fluoreszenzmikroskopische Aufnahme.
 

Der Zellkörper in der Mitte (Ø ca. 0.02 mm) und die astartigen empfangenden Nervenzellfortsätze sind in Magenta gezeigt, komplex verzweigte Axone in Hellblau und die für die Dopamin-Freisetzung verantwortlichen Axonbereiche in Rot.  
 

Dentate Gyrus (Hippocampus) von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). Lektin, grün, tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Die Abbildung zeigt eine konfokale lichtmikroskopische Aufnahme eines Gehirnschnitts: Astrozyten (rot) enthalten besonders viele Mitochondrien (grün), wenn den Tieren eine ketogene Diät verabreicht wurde. 
 

Fluoreszierende Lipide sollten zeigen, wie die Nanomaschine den Lipidtransfer bei Bedarf beschleunigt.
 

Elektronenmikroskopische Aufnahme einer myelinisierten Nervenfaser im Sehnerv eines MS-Patienten zeigt, dass die Myelinscheide aufgelockerte Bereiche (gelb eingefärbt) enthält.
 

Eine Eizelle einer Maus, die mit dem Protein PADI6 (blau) gefüllt ist – einem Marker und Hauptbestandteil des zytoplasmatischen Gitters. Die DNA im Zellkern ist in magenta dargestellt. 
 

Niere von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren. Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm).  CD13, grün, tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau 30µm.

 

Vorbereitungen für eine pronukleare Mikroinjektion eines Mausembryos.

Mitotische Chromosomenvermehrung (humane RPE1-Zellen), angefärbt mit DAPI und den Zentromerproteinen CENPA (Alexa Fluor 488) und CENPB (Alexa Fluor 594).

 

Mitotische Chromosomenvermehrung (humane RPE1-Zellen), angefärbt mit DAPI und den Zentromerproteinen CENPA (Alexa Fluor 488) und CENPB (Alexa Fluor 594).

 

Lebende Mitochondrien (rot) und Lysosomen (grün)

 

Niere von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren. Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm).  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). CD13, grün, tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Manipulation des Mausembryos: Pronukleare Mikroinjektion von CRISPR/Cas9-Reagenzien in eine Zygote.

 

Rekonstruktion der Orai1-Aktivität (gelb) in einer mitotischen Zelle mit magentafarben markierten Membranen.

 

Region des Hippocampus von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). Lektin, grün, tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau. 

 

Dentate Gyrus (Hippocampus) von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Hippocampus von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). Tbr1, türkis, tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Hippocampus von CamKIIα-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). CTIP2, grün, tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Hippocampus von CAG-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Lebenden Zellen während der Mitose, die die Aktivität des Kalziumkanals Orai1 (gelb) und die kondensierten Chromosomen (cyan) zeigen.

 

Lebenden Zellen während der Mitose, die die Aktivität des Kalziumkanals Orai1 (gelb) und die kondensierten Chromosomen (cyan) zeigen.

 

Organoide der Bauchspeicheldrüse (von der Maus). Einer der Strukturen wurde ein Indikator injiziert, um den luminalen pH-Wert zu bestimmen.

 

Dentate Gyrus (Hippocampus) von CamKIIα-CreERT2-ODD::tdTomato-Mäusen, die einer Hypoxie ausgesetzt waren.  Immunfluoreszenzfärbung von freischwebenden Schnitten (30µm). tdTomato+ hypoxische Zellen, rot und DAPI, blau.

 

Super-Resolution-Bild von Mitochondrien in lebenden Zellen.

 

Die Qualle Clytia hemisphaerica hat außergewöhnlich einfache, kleine und transparente Eierstöcke. Diese eignen sich hervorragend dafür, den grundlegenden Prozess der Oogenese, der Bildung der Eizellen, zu untersuchen. 

Hier abgebildet ist ein Eierstock, dessen Außenseite von Flimmerzellen bedeckt ist. Die Elemente des Zellskeletts sind farblich markiert: Mikrotubuli (Blau), Aktin (Gelb) sowie die DNA in den Zellkernen (Magenta). 

Die Meiose der Oozyten ist eine spezielle Form der Zellteilung, bei der eine befruchtungsfähige Eizelle entsteht. Oozyten sind außergewöhnlich große Zellen, in denen die Nährstoffe für einen Embryo gespeichert werden. Sie teilen sich extrem asymmetrisch, um diese Nährstoffe in einer einzelnen Eizelle zu bewahren. Das Team der Forschungsgruppe Dynamik des Zellskeletts in Oozyten am Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen erforscht, wie sich die Zellteilungsmaschinerie, insbesondere das Zytoskelett, an diese spezifische Form der Zellteilung angepasst hat. Dafür verwenden sie marine Modellorganismen wie Seesterne oder Quallen.
 

Dreidimensionale Rekonstruktion einer Pyramidenzelle und ihren dendritischen Verzweigungen. Diese dendritischen Zweige sind strukturell spezialisiert auf das Empfangen von Informationen von anderen Neuronen an interneuronalen Kontaktstellen, oder Synapsen, welche an kleinen Stachel ähnlichen Ausläufern - auch bekannt als dendritische spines (in Pink und Magenta dargestellt) - gebildet werden. Dendritische spines sind strukturell dynamisch und ihre Größe und Form kann einen Einblick in ihren Reifungs-Zustand sowie in die Effizienz ihrer synaptischen Informations-Übertragung geben. Das Gehirn ist ein stark verbundenes aus Milliarden von Neuronen bestehendes Netzwerk, in dem jedes Neuron Input von Tausenden anderen Neuronen empfängt, von denen viele an dendritischen spines terminieren. Die dargestellte Pyramidenzelle stammt aus einem Maus Hippocampus, eine Gehirnregion entscheidend für Lernprozesse und die Gedächtnisbildung.

Bildaufnahmetechnik: Konfokale Laser-Scanning-Mikroskopie (ca. 63x Vergrößerung) einer mit Farbstoff gefüllten CA1 Pyramidenzelle
Künstlerische Verarbeitung: Falschfarbe (Pink und Magenta, erinnernd an Sakura Kirschblüten) der dendritischen spines klassifiziert gemäß Größe und Form; Hinzufügen von Schatten für die Tiefenwahrnehmung.
 

Nicht nur Nervenzellen bilden das Protein Beta-Amyloid (blau), das bei Alzheimer zu schädlichen Plaques verklumpt: Auch spezielle Gliazellen des Gehirns – die Oligodendrozyten (orange) – produzieren solche Ablagerungen. Weiß gefärbt das Myelin, das Nervenzellen isolierend umhüllt.
 

Dreidimensionale Visualisierung des Lungenflügels einer Maus mit Tumorläsionen.

Grün: Bronchialbaum
Rot: Zellen des Lungenparenchyms
Gelb: Tumorzellen und -knötchen
 

Die Qualle Clytia hemisphaerica hat außergewöhnlich einfache, kleine und transparente Eierstöcke. Diese eignen sich hervorragend dafür, den grundlegenden Prozess der Oogenese, der Bildung der Eizellen, zu untersuchen. 

Hier abgebildet ist ein Eierstock, dessen Außenseite von Flimmerzellen bedeckt ist. Die Elemente des Zellskeletts sind farblich markiert: Mikrotubuli (Blau), Aktin (Gelb) sowie die DNA in den Zellkernen (Magenta). 

Die Meiose der Oozyten ist eine spezielle Form der Zellteilung, bei der eine befruchtungsfähige Eizelle entsteht. Oozyten sind außergewöhnlich große Zellen, in denen die Nährstoffe für einen Embryo gespeichert werden. Sie teilen sich extrem asymmetrisch, um diese Nährstoffe in einer einzelnen Eizelle zu bewahren. Das Team der Forschungsgruppe Dynamik des Zellskeletts in Oozyten am Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen erforscht, wie sich die Zellteilungsmaschinerie, insbesondere das Zytoskelett, an diese spezifische Form der Zellteilung angepasst hat. Dafür verwenden sie marine Modellorganismen wie Seesterne oder Quallen.
 

Die Eizellen von Seesternen sind ein ausgezeichnetes Modellsystem für die Lebendzellmikroskopie und die Untersuchung von embryonalen Teilungen: Sie sind hochtransparent, außergewöhnlich lichtbeständig und einfach zu handhaben. Zudem dauert ein Zyklus der Chromosomenduplikation und -trennung nur 20 Minuten.
Das Bild zeigt einen Seestern-Embryo im Zweizellstadium, bei dem die Chromosomen in Magenta und die Mikrotubuli in Gelb markiert sind. Mikrotubuli bilden die so genannte Spindel, die die Chromosomen in zwei Tochterzellen trennt.

Die Meiose der Oozyten ist eine spezielle Form der Zellteilung, bei der eine befruchtungsfähige Eizelle entsteht. Oozyten sind außergewöhnlich große Zellen, in denen die Nährstoffe für einen Embryo gespeichert werden. Sie teilen sich extrem asymmetrisch, um diese Nährstoffe in einer einzelnen Eizelle zu bewahren. Das Team der Forschungsgruppe Dynamik des Zellskeletts in Oozyten am Max-Planck-Institut für Multidisziplinäre Naturwissenschaften in Göttingen erforscht, wie sich die Zellteilungsmaschinerie, insbesondere das Zytoskelett, an diese spezifische Form der Zellteilung angepasst hat. Dafür verwenden sie marine Modellorganismen wie Seesterne oder Quallen.
 

Fluoreszenzmikroskopische Aufnahme aus dem Kleinhirn der Maus mit der Färbung von Neurofilament (orange), Myelin/MBP (gelb) und Zellkernen (blau)

Ein Blick in Biopsien von menschlichen Dickdarmtumore, aufgenommen mit einem Drei-Photonen-Mikroskop.

Orange: Kryptenstrukturen im Dickdarm 
Blau/Rot: Kollagenfasern

Mit der Drei-Photonen-Mikroskopie kann biologisches Gewebe dreidimensional und ohne Markierungen dargestellt werden. Dabei wird mehr als 1 Milimeter tief in das Gewebe geschaut, was in der Form vorher noch nie erreicht wurde.
 

Tumororganoide und 3D-Bildgebung: 3D Zell-Modelle in der Krebsforschung

Dreidimensionale Visualisierung von einem Organoid entwickelt aus einem Rektumkarzinom von einem Patienten (PDO):

Grün/Blau: PDO-Zellen mit gefärbten Membran undZellkernen

Rot: Fluoreszenz markierte Nanopartikel für die Wirkstoffabgabe
 

Ein einzelner Oligodendrozyt (gelb), der seine Myelinscheide um Axone (blau) wickelt.

A single oligodendrocyte (yellow) wrapping their myelin sheaths around axons (blue).
 

Markierungsfreie Bildgebung von Maus-Mammatumoren

Die Abbildung zeigt den Brusttumor einer Maus, aufgenommen mit einem sogenannten Zwei-Photonen-Mikroskop. Tumorzellen sind in grün erkennbar, Kollagenfasern in rot und Fettablagerungen in magenta. Das im Rahmen des FAIR CHARM-Projekts gebaute Short-Wave-Infrared Microscope (SWIM) wird es ermöglichen, solche Strukturen in einer bisher nicht gekannten Gewebetiefe sichtbar zu machen.
 

Dreidimensionale Rekonstruktion einer Photorezeptor Ribbon Synapse aufgenommen und rekonstruiert mit einer Elektron-tomographischen Analyse der Netzhaut der Maus. Photorezeptor Ribbon Synapsen sind funktional und strukturell spezialisiert und feinabgestimmt, sodass sie Veränderungen in der Lichtintensität verschlüsseln können und diese Information weitergeben an andere Neurone in der Netzhaut, worauf eine weitere Verarbeitung und eventuelle Signalweiterleitung zum Gehirn erfolgen kann. Folglich repräsentieren diese Synapsen die ersten Synapsen in dem visuellen Weg vom Auge zum Gehirn. Das synaptische Band (‘synaptic ribbon‘) (Rot), auf welchem die Namensgebung der Ribbon Synapsen beruht, ist umgeben von einer Wolke aus sphärischen, Neurotransmitter gefüllten synaptischen Vesikeln (Grau); einige Vesikel sind direkt an das synaptische Band angeheftet (Orange), und andere binden an die Membran an der Basis des synaptischen Bands (Rot) in einem Freisetzungs-paraten Zustand.

Synaptische Vesikel können auch in den von Membran umschlossenen Kompartimenten von nachgeschalteten Neuronen diesen Signalweges, wie zum Beispiel in den Horizontal Zellen (Blau) und den bipolaren Neuronen (Weiß), detektiert werden. Der Durchmesser von einzelnen synaptischen Vesikeln ist circa 40 nm. Dies erfordert hochauflösende 3D ultrastrukturelle Ansätze wie Elektronentomographie, um die vesikuläre Organisation im Nanobereich in einer komplexen zellulären Umgebung zu enthüllen.

Bildaufnahmetechnik: Transmission Elektronentomographie (ca. 30 000 x Vergrößerung)
Künstlerische Verarbeitung: Segmentierung, Rendering, Modellierung des 3D tomographischen Volumens; Falschfarbe der Membran Kompartimente und der subsynaptischen Organellen
 

Nichtlineare optische Mikroskopie ermöglicht Einblicke in die Struktur von Skelettmuskeln

Multiphotonen-Bildgebung des Maus-Skelettmuskels.

Rot: das Muskelmotorprotein Myosin und Kollagenfasern
Cyan: Fettzellen
Grün: Blutgefäße mit Blutzellen
 

Querschnitt durch ein Mäusegehirn mit teilweise fehlendem Myelin (gelb) und Astrozyten (blau).

Weibliche Säugetiere werden mit allen Eizellen, die sie jemals besitzen werden, in ihren Eierstöcken geboren. Manche dieser Zellen leben daher eine lange Zeit – und müssen über diesen Zeitraum hinweg funktionsfähig bleiben. Experimente an Mäusen zeigten nun: Extrem langlebige Proteine im Eierstock könnten dazu beizutragen, Eizellen gesund zu halten und die Fruchtbarkeit lange zu bewahren.  In der hier gezeigten Maus-Eizelle sind die Chromosomen in Magenta und das Zytoskelett-Protein Aktin blau-weiß angefärbt.
 

Nichtlineare optische Mikroskopie ermöglicht Einblicke in die Struktur von Skelettmuskeln

Multiphotonen-Bildgebung des Maus-Skelettmuskels.

Rot: das Muskelmotorprotein Myosin und Kollagenfasern
Cyan: Fettzellen und Elastinfasern
Grün: Blutgefäße mit Blutzellen
 

Hochauflösende Darstellung einer markierten Hippocampus-CA3-Neuronszelle mit Biocytin-Färbung.
 

Konfokaler-Scan einer Immunofärbung des Zeckengehirns, bei dem Tubulin und Zellkerne gefärbt wurden (adultes Ixodes ricinus Weibchen).

 

Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme eines Pollenkorns von Megaskepasma erythrochlamys
(Kolumbien)
 

Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme eines Fliegenauges
(drosohlia melanogaster / Taufliege)
 

Transmissionselektronenmikroskopische Aufnahme eines Blutgefäßes (Kilifisch / Zahnkarpfen)
 

Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme der Hülle eines Pollenkorns von Jatropha (Flaschenpflanze)
(Kolumbien)